Doctorant en Inhibition des Interactions Protéine-Protéine par Peptides Mimétiques H/F

Établissement : Université de Picardie - Jules Verne École doctorale : Sciences, Technologie, Santé Laboratoire de recherche : Génie enzymatique et cellulaire Direction de la thèse : Nicola D'AMELIO ORCID 0000000244002222 Début de la thèse : 2026-10-01 Date limite de candidature : 2026-05-24T23:59:59 Malgré des avancées majeures dans la compréhension de la cancérogenèse, la thérapie anticancéreuse reste confrontée à d'importants défis. Les interactions protéine-protéine (IPP) constituent des cibles thérapeutiques cruciales, mais beaucoup demeurent « non ciblables ».
Ce projet vise à développer une nouvelle génération de peptides interférents (PIs) capables d'inhiber sélectivement des IPP oncogéniques (p53/Mdm2, c-Myc/Max, Bcl-XL/Bad, EGF/EGFR, PD-1/PD-L1). Les PIs imitent la surface de liaison d'une protéine pour bloquer les interactions délétères. Leur avantage réside dans leur capacité à contourner la résistance : toute mutation empêchant la liaison du PI altèrerait également l'interaction native. Le principal talon d'Achille de ces peptides réside dans la perte de structure secondaire après extraction de la protéine d'origine. Pour y remédier, nous utilisons des échafaudages peptidiques naturels - apamine (hélices), tachyplésine (feuillets ) et cyclotides (boucles) - offrant rigidité et stabilité exceptionnelles. Leur composition naturelle permet en outre une production biotechnologique rentable.
Les résultats préliminaires sont prometteurs avec deux PIs en cours d'évaluation pour deux brevets.
Le candidat étendra cette approche à d'autres IPP oncogéniques (Bcl-XL/Bad, Bcl-XL/Bid, EGF/EGFR, PD-1/PD-L1), en optimisant la conception (RMN, simulations de dynamique moléculaire) et en validant l'efficacité in vitro (viabilité cellulaire, microcopie de fluorescence).
FRANCAIS
Le cancer représente un fardeau monumental pour la santé mondiale et demeure l'une des principales causes de mortalité dans le monde. Bien que de nombreux inhibiteurs à petites molécules aient été développés pour bloquer efficacement les voies oncogéniques et réduire les cancers, ils se heurtent fréquemment à une résistance au cours du traitement en raison de mutations qui affaiblissent sélectivement la liaison du médicament. Par exemple, des inhibiteurs à petites molécules tels que le sotorasib et l'adagrasib, qui se lient de manière covalente à l'oncogène KRAS G12C, ont démontré une efficacité clinique ; cependant, une résistance émerge fréquemment via des mutations secondaires (par exemple, Y96D, G13D) qui altèrent la liaison du médicament sans interrompre l'interaction de KRAS avec ses effecteurs en aval (1).
Le domaine des thérapies peptidiques entre dans une nouvelle ère d'innovation. Des avancées majeures dans le développement de médicaments permettent enfin de surmonter des obstacles tels que les coûts de production élevés et la faible stabilité, ce qui conduit à une augmentation significative du nombre de candidats progressant dans les essais cliniques (2), comme l'agent anticancéreux Sulanemadlin(3). Les Peptides interférents (PIs)(4, 5) constituent une classe prometteuse de molécules thérapeutiques conçues pour imiter une surface d'interaction protéique, perturbant ainsi des interactions protéine-protéine (IPP) spécifiques. Cette approche permet aux PIs de s'engager sur des grandes surfaces lisses traditionnellement considérées comme « non druggables », renforçant ainsi la sélectivité et atténuant la vulnérabilité à la résistance. En effet, en remplaçant une protéine entière par un fragment d'interaction, les mutations résistantes dans la protéine partenaire compromettent simultanément l'interaction avec son partenaire de liaison d'origine .
Les peptides interférants (PIs) sont des agents thérapeutiques prometteurs, mais leur transfert clinique se heurte à plusieurs défis (2). Les obstacles majeurs incluent la pénétration de la membrane cellulaire pour atteindre les cibles intracellulaires. Toutefois, le principal « talon d'Achille » des PIs est la perte de structure secondaire lorsqu'ils sont « extraits » de la protéine d'origine. Le projet vise à surmonter ces défis. Premièrement, la pénétration cellulaire est réalisée par conjugaison à des modules de pénétration cellulaire (CPP) ou par l'insertion de l'IP dans des cyclotides, qui agissent comme des clés moléculaires pour livrer la cargaison thérapeutique à l'intérieur de la cellule. Deuxièmement, nous nous inspirons de molécules naturelles telles que l'apamine (19) pour stabiliser les structures hélicoïdales, la tachyplésine pour les motifs en feuillets bêta (20), et les cyclotides pour greffer des régions de boucles flexibles dans leurs structures (21). De plus, les nouveaux outils basés sur l'intelligence artificielle aident dans le design de stabilisation (17).

ENGLISH
Cancer represents a monumental burden on global health and remains one of the leading causes of mortality worldwide. Although numerous small-molecule inhibitors have been developed to effectively block oncogenic pathways and reduce cancer progression, they frequently encounter resistance during treatment due to mutations that selectively weaken drug binding. For instance, small-molecule inhibitors such as sotorasib and adagrasib, which bind covalently to the KRAS G12C oncogene, have demonstrated clinical efficacy; however, resistance frequently emerges via secondary mutations (e.g., Y96D, G13D) that alter drug binding without disrupting the interaction between KRAS and its downstream effectors (1).

The field of peptide therapies is entering a new era of innovation. Major advances in drug development are finally overcoming obstacles such as high production costs and low stability, leading to a significant increase in the number of candidates progressing through clinical trials (2), such as the anticancer agent Sulanemadlin (3). Interfering Peptides (IPs) (4, 5) constitute a promising class of therapeutic molecules designed to mimic a protein interaction surface, thereby disrupting specific protein-protein interactions (PPIs). This approach allows IPs to engage large, flat surfaces traditionally considered 'undruggable,' thus enhancing selectivity and mitigating vulnerability to resistance. Indeed, by replacing an entire protein with an interaction fragment, resistant mutations in the partner protein simultaneously compromise the interaction with its original binding partner.

While interfering peptides (IPs) are promising therapeutic agents, their clinical translation faces several challenges (2). Major obstacles include penetrating the cell membrane to reach intracellular targets. However, the primary 'Achilles' heel' of IPs is the loss of secondary structure when they are 'extracted' from the original protein. This project aims to overcome these challenges. First, cellular penetration is achieved through conjugation to cell-penetrating modules (CPPs) or by inserting the IP into cyclotides, which act as molecular keys to deliver the therapeutic cargo inside the cell. Second, we draw inspiration from natural molecules such as apamin (19) to stabilize helical structures, tachyplesin for beta-sheet motifs (20), and cyclotides to graft flexible loop regions into their structures (21). Additionally, new tools based on artificial intelligence are assisting in stabilization design (17). FRANCAIS
Le candidat étudiera la structure des peptides interférents par RMN, CD (dichroïsme circulaire) et dynamique moléculaire. Il/Elle clonera les séquences codantes des peptides dans des plasmides afin de permettre leur expression et d'évaluer leur cytotoxicité sur un panel de lignées cellulaires cancéreuses et non cancéreuses, et analysera les mécanismes de mort cellulaire par cytométrie en flux. Enfin, il réalisera des expériences de colocalisation par microscopie de fluorescence (confocale).

ENGLISH
The candidate will investigate the structure of interfering peptides using NMR, CD, and molecular dynamics. He/She will clone the peptide sequences into plasmids to evaluate their cytotoxicity across a panel of cancerous and non-cancerous cell lines, analyze cell death mechanisms via flow cytometry, and perform cellular colocalization experiments using fluorescence microscopy.